动物实验常用技术标准操作规程

动物实验常用技术标准操作规程（一）
动物检疫

摘要：动物检疫（animal quarantine）。按照国家法规对各种动物及其产品进行的疫病检查。通过动物检疫，对可疑或已证实的疫病对象实行强制隔离，或作出适当处理，目的是防止动物传染病的传播，保障畜牧业生产和人民健康。

(一)检疫的意义

当一个新的实验动物设施建好后，需要从其他的生产设施引进实验动物种群供生产知使用或供动物实验研究使用，显然，新引进的实验动物对新的动物设施是一种威胁，包括微生物、寄生虫、环境条件、遗传控制及饲养管理等多方面的威胁。因此，首要的事情是需要了解新到达的实验动物的微生物背景及其对新动物设施的适应性问题。

实验动物的检疫是剔除不合格实验动物、保证实验动物和动物实验质量的第一道防线，并可以减少人畜共患病对工作人员的健康威胁。对新到的实验动物进行隔离检疫，不仅可被实验动物活动性感染的可能性，还有利于实验动物从运输疲劳中恢复过来，并适应新环境(新的研究表明:小鼠运输到新的饲养环境后48h内部分免疫功能发生变化，皮质酮水平高)。所以，实验动物检疫室作为实验动物设施不可或缺的部分，在引进外来实验动物种群用于生产或引进外单位实验动物用于动物实验的过程中具有重要的意义。

(二)检疫的方法

实验动物的检疫有主动检疫与被动检疫两种。被动检疫将实验动物隔离观察7～28d，以观察实验动物的临床体征为主；主动检疫是指主动检查实验动物或实验动物组织是否存在有做生物的方法。在许多情况下，只有从非商业渠道、或者从最近可疑的渠道接受的实验动物才需要进行主动检疫；而商业性的实验动物生产基地由于定期或不定期对其生产群体进行过质量检测，所生产的实验动物健康状况可以满足实验要求或繁殖生产需要，只需要在实验动物到达新设施后经过专业兽医的常规检查验收即可，没有必要对每批新引进的实验动物都进行主动检疫。但对普通级实验动物特别如犬、猴、家兔、小型猪、豚鼠而言，则应隔离观察，确认无临床不适后方能在动物生产或动物实验中使用。

(三)检疫程序

实验动物检疫程序因实验动物的来源、引进之实验动物的使用目的不同，其检疫侧重点有所不同。专职兽医经常采用视诊和触诊相结合检查方法，通过观察实验动物的临床症状，来判定该批实验动物对新环境的适应性及身体健康状况。

视诊时，若发现动物精神及食欲出现沉默、倦怠、动作不活泼、食欲不振、拒食；营养状态出 现消瘦、肥胖；体格与姿势出现异常，行走与站立困难；步态出现麻痹、运动失调，跛行；呼吸出现呼吸困难，咳嗽；体表出现毛少、脱毛、外伤或有痴皮的形成；出现鼻涕、恶露；动物习惯出现异食癖等现象时，通常要引起高度警惕，并做进一步的确诊。

体表触诊则一般进行实验动物脉搏的检查，接触动物的皮肤、被毛、淋巴结、骨髓等体表变化；体内触诊包括对口腔内黏膜、牙齿、牙周组织、舌等口腔检查和触感(弹性、硬度、肿胀、疼痛等)检查。

1.SPF级、清洁级、悉生级、无菌级实验动物的检疫

由于引进的SPF级、清洁级、悉生级、无菌级实验动物会定期在生产、繁殖单位进行微生物学检测，所以引进到动物实验场所或新的繁殖生产基地的实验动物，应有该生产机构提供 的实验动物生产许可证及实验动物质量合格证或最近的实验动物质量检测报告。用于动物实 验研究的实验动物应隔离观察1周左右，重点观察一般临床症状和体重变化；用于动物生产繁殖、扩大种群生产的实验动物，还需要生产单位提供种子动物的病原微生物学与生物遗传学背景检测资料。有条件的单位应自行抽样检查部分重要的微生物学项目，以判定实验动物是否合格。用于生产繁殖的实验动物应隔离观察1个月左右 主要观察一般临床症状、体重变化及对营养的适应性等指标。以外购的研究用SPF级动物检疫为例，其检疫程序如下:

(1)外购的SPF级动物通过动物传递窗拆包、消毒进入检疫室，并由专职兽医人员在检疫室中对动物进行检疫。

(2)将装动物的饲养盒放在检疫台上。兽医人员先对整群动物进行观察，检查动物的精神状况、外貌、营养、立卧姿势、呼吸等情况。发现有异常的动物，须从运输笼中拿出放在空饲养盒中，以便进一步检查。

(3)将事先消毒好的、分装动物的饲养盒放在检疫台上，将精确到0.1g或1g的电子秤(通常称大小鼠)调试好放在检疫台上。

(4)先将1只动物从饲养盒中抓出，放入1个空饲养盒，按事先设计好的实验动物检疫报 告书中所要求的项目进行检查，无异常的，称取体重，并做记录。符合体重要求的，放入1个饲 养鱼，不符合体重要求的放入另1个饲养盒；有异常的动物要单独放1个饲养盒饲养，按此方 法逐一对动物进行检查。

(5)检查结束后，在饲养盒中加上饲料和饮水。大鼠在检疫室中饲养5～7d、小鼠饲养3～5d，兽医人员每天填写检疫记录表，检疫合格的动物，交由实验人员接收后方可进入饲养观察室，由观察室责任人负责饲养与管理。

(6)检疫结束后由兽医人员填写实验动物检疫报告书，并将填写完成的检疫报告书报动物室主管签字后，交专题实验负责人留存。

2.普通级实验动物的检疫

豚鼠、家兔、犬、猫、猴等普通级实验动物到达新的实验动物生产或动物实验设施后，实验动物需要在新设施的检疫饲养室进行一段时间的检疫观察，由专职兽医进行检疫并提供报告。检疫工作包括体重测量和临床症状的观察。通过进一步地检查细菌、病毒、血清反应、变态反应、寄生虫来进行病因诊断，有时也可以进行病理组织学的检查、尿的生化检查和血泪 临床生物化学指标的检查。

外购的普通级动物，首先放在检疫室外的走廊或放在缓冲间，通知饲养室责任人及质保人 员到现场，兽医人员用0.5%的优碘或0.5%的"84"消毒液对运输笼进行擦拭消毒，不同种类动物具体的检疫程序如下。

(1)外购犬的检疫

1)将犬从运输笼中抓住，放在一大小为48cm×35cm×20cm的塑料盒中，按实验动物检捷报告书中的项目进行检查、记录，并按动物购买通知单的要求进行核对。无异常的动物，电子秤称量体重编号并做记录。

2)称重、编号后的犬送入清洗间，用中性沐浴露进行热水浴，然后用浴巾擦干身体，挂上编号牌，记录相关信息。

3)进入检疫室的犬，在动物笼具上插入填写好的标示牌，然后送入检疫室继续检疫，异常动物放入隔离室进行检疫，体重不符合要求的，在笼具上做好标记，以便再查。

(2)外购普通级兔、豚鼠的检疫将动物从运输笼中抓出，送人检疫室，放在一大小为48cm×35cm×2Ocm的塑料盒中，按实验动物检疫报告书中的项目进行检查、记录，并按动物购买通知单的要求进行核对。无异常的动物，用电子秤称量体重后放入饲养笼中饲养。异常动物则放入隔离室进行检疫，体重不符合要求的，在笼具上做好标记，以便再查。用此种方法逐一对动物进行检查。动物运输笼不进入检疫室，拿出做消毒处理，以备下次再用。

检查结束后，对长途运输的动物先喂给少量温开水，两小时后加喂半量饲料。

外购普通级动物兔、豚鼠的检疫时间为1～2周，犬的检疫时间为2～3周。检疫期间，兽医人员每日早、中、晚三次对被检疫的动物进行观察，并填写检疫记录表。

检疫结束后，符合要求的动物由实验人员接收后开始实验。由兽医人员填写检疫报告书，填写完成的检疫报告书报动物室主管签字后，交专题实验负责人留存。

动物实验常用技术标准操作规程（二）
实验动物抓取与固定

摘要：正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。抓取固定动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓取固定动物的目的。

抓取和固定是实验动物和动物实验操作中的一项最基本的技术，几乎所有的实验动物 产繁殖与动物实验研究工作都需要限制实验动物的活动，使其保持安静状态，以便进行实验操作或正确记录实验动物的反应情况，同时也是为了保证饲养人员与研究人员的人身安全。

通常而言，同种动物的抓取和固定方法因实验的目的不同而各异，一般有2～3种；不同 类动物的抓取与固定方法也不尽一致。无论采取哪种方法，都应该遵守"保证人员绝对安 防止动物损伤、禁止粗暴对待实验动物"的基本原则。

由于实验动物害怕与人的身体发生直接接触，动物对于各种非条件性的剌激通常会进行防御性的反抗。因此，在抓取、固定实验动物前应对其生活习性有所了解。抓取时首先应带着保护动物的原则，事先给一个暗示慢慢友好地接近实验动物，并注意观察其反应，让其有一个适应的过程，如果动物处于兴奋期，最好等待它安静下来再抓取，抓取动作要力求准确、迅速、熟练、争取在动物感到不安之前抓取到实验动物。

固定实验动物也应根据实验目的(给药部位或采血方法)选择最适合该种实验动物的固定方法(如用手还是用固定器来固定，是否需要助手的帮助)。在有手指被咬的危险时应带上毯，在大腿中间固定有被抓伤的危险时，要穿上工作裤，同时不要胆怯，要告诉助于在有危险的情况下如何防身，并尽早抓取和固定好动物。

1.小鼠的抓取和固定

小鼠一般不咬人，但徒手操作时动作还是要轻缓。抓取时，用右手拇指和食指的指腹抓取尾部中央提起来放在笼子盖上，在动物向前挣扎的一瞬间，用左手的拇指和食指抓住颈背部到 背中央的皮肤，至两耳抓握到掌心即可，同时翻转抓住颈背部的左手，右手拉住小鼠尾部，再用左手的小指压住尾根部使小鼠整个呈一条直线，保持小鼠头部不能自由转动即可进行实验或自养操作。如果只想移动动物，就用两手捧起来即可。徒手操作主要防止因过分用力而使动物窒息或颈椎脱臼死亡，或因用力过小，导致动物头部能反转过来咬伤操作者的手。

用固定器固定时，则准备一个15～2Ocm的方形木板，并在木板边缘各面契入钉子。在非麻醉状态下首先根据上述方法用左手将小鼠抓取，使用长度20～30cm的线绳，分别捆在四肢上；把捆在四肢的线绳固定到固定板的钉子上固定，并在头部上领切齿的地方牵一根线绳并固定，达到完全固定的效果。在静脉给药时，则应把小鼠放入适当大小和容量的容器里，只露出小鼠的尾巴即可操作。这种容器不仅能压住小鼠的尾根部，同时还可以起到驱赶血液、怒张血管的作用。

2.大鼠的抓取和固定

大鼠的牙齿很尖锐锋利，突然袭击去抓它，很容易被咬伤手指；抓取而不及时固定，也有被咬伤的危险。4～5周龄以内大鼠的抓取方法与小鼠一样只抓住尾部提起来即可。 对年龄相对较大的成年大鼠，因其尾部皮肤容易剥落，所以使用左手从背部中央到胸部捏起来抓住，即左手徒手按住大鼠，将食指放在颈背部，拇指及其他三指放在肋部，食指和中指夹住左前肢，分开大鼠前肢并举起来，右手按住四肢固定；对大鼠实施灌胃时，则用左手的拇指和食指抓住颈背部的皮肤，其余三指抓住背部皮肤，小指和无名指夹住尾部牢牢固定。

固定器固定大鼠的方法和小鼠一样，使用术制板和线绳或市售固定器。

3.豚鼠的抓取和固定

豚鼠胆小易受惊，抓取时不能突然袭击。

抓取幼小豚鼠时，只需用两手捧起来即可。

成熟豚鼠则用左手的食指和中指放在颈背部的两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用于夹住左右前肢大把抓起来，反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢使豚鼠整体伸直成一条直线。一个人进行以后的处置时，则坐在椅子上，把用右手拿着的豚鼠的后股夹在大腿处，用大腿代替右手夹住豚鼠。

用固定器固定豚鼠时，与小鼠固定器固定一样，使用木制板和线绳固定。

4.家兔的抓取和固定

家兔与豚鼠一样，也是胆小易受惊，并且操作者容易被抓伤，故抓取时不能突然袭击。抓取时，操作者轻轻打开家兔笼门勿使其受惊，用一只手伸入笼内，从头前阻拦它跑动，用手轻轻地压住两耳并熟练大把抓住家兔颈背部皮肤并提起来，另一只手迅速托住家兔臀部拿出来，使家兔的重量大部分落于手上，实验兔呈座位姿势。移动时，也采取同等手法抱着就 转运。

经家兔颈背部皮下用药时，则采取后台固定的方法抓住颈背部皮肤放在操作台上，另外一只手托住家兔的臀部进行固定。

经口给药时，用一只手抓着家兔颈背部皮肤，同时捏着双耳，不让家兔头部随意运动，开只手将抓住的两后肢夹在操作者的大腿之间，然后用空着的手抓住两前肢固定。

耳静脉给药或采血时使用金属制半圆形押回式家兔固定器(把家兔放在筒子里，只要前方露出头部，用转扭拧固定器固定动物)；从颈动脉采血等情况下用木制的北岛式固定器(让家兔仰卧，用线绳依次将四肢捆在固定器两侧的金属棒上，把头部放在金属制的首枷和嘴环上固定)；家兔热原试验时，使用首榈固定器(家兔在常态姿势下，把颈部放在首搬上固定)。

5.地鼠的抓取和固定

地鼠的皮肤很松弛，可以在皮肤内完全翻转一周。因此，假若仅仅抓住少量皮肤，地鼠有时会翻过来咬人。抓取地鼠时可不戴手套，温暖的手使动物平静和放松。接近动物时，不要太突然。一定要使地鼠处于安静正常状态，使其注意到自己的存在。假若地鼠受到惊吓，会猛扑向另外地鼠的背上，并相互发生撕咬造成地鼠受伤。

对已驯养并习惯于抓取固定动作的地鼠，可用手指合在一起呈杯状伸到笼内，把地鼠揪出，再用另一只手围住，并将地鼠围在球形的手掌内，用一只手抓住地鼠的颈背部皮肤提起；对尚不习惯抓取动作的地鼠，抓取时尽可能抓紧地鼠颈部和肩肝部的大部分松软皮肤。

用固定器固定地鼠，则和大小鼠基本一样。

6.犬的抓取与固定

犬的抓取方法较多。对未驯服和调教的圈养犬抓取时，可用特制的长柄铁钳固定犬的颈部，或使用长柄铁勾夹住犬颈部项圈，由助手将其缚住。对经驯服的犬，由一人打开犬笼从侧面靠近并轻轻抚摸颈背部皮毛，用双手将其抱住，由另一人用布带缚其嘴。或用皮革、金属丝或棉麻制成的口网，套在犬口部，并将其缚带结于耳后颈部，防止脱落。

扎犬嘴的方法是用一米左右的绷带兜住犬的下饭，绕到上领打一个结，再绕回下饭打第二个结，然后将布带引至后颈顶部打第三个节，并多系一个活结。

犬固定时一般采用仰卧位和腹卧位。仰卧位常用于颈、胸、腹、股等部位的实验，腹卧时用于作背、脑脊髓的实验。

慢性实验中固定犬时，将己驯服的犬拉上固定架上，将犬头和四肢绑住，再用粗棉带吊起犬的胸部和下腹部，固定在架的横梁上，即可进行体检、灌胃、采血、注射等实验操作。

急性实验中固定犬时，将己麻醉犬嘴上的绷带解开，把犬放在实验台上，先固定头部固定四肢；在固定犬头部时，用特制的犬头固定器。犬头固定器为一圆铁圈，圈的中央横有两 铁条，上面的一根略弯曲，与棒螺丝相连，下面一根是平直的；固定时先将犬舌拉出，将犬嘴入铁圈，再将平直铁条横贯在上、下领之间，然后向下旋转棒螺丝，使弯形铁条压在犬的鼻上，将铁柄固定在实验台的铁柱上；在固定四肢时，先用粗棉带的一端缚扎于犬腕关节和踝关节以上的部位，如采取仰卧位，可将两后肢左右分开，分别固定于手术台两侧的木钩上；然后，将犬左右前肢的两条棉带从犬背后交叉穿过，分别固定于两侧术钩上。缚扎四肢的结扣方法是在活扣外再打一个活结，便于实验结束后的松绑。

7.猪的抓取与固定

(l)抓取 从背后紧抓猪的两耳，将其提起后，使其臀部着地，此时猪的膝部合拢，将其躯干压在身下即可。

(2)固定 将猪仰放在"V"字型器械内进行固定，也可用木制金属架和帆布吊兜来固定倒猪。用固定架时，使猪背卧，四肢用棉绳固定在三角架的四角边上。如没有三角架，也可犬台。帆布吊兜可根据猪的大小设计成一长方形的布兜，中央四层，四周八层，中央开五个口，以便插入四肢及排便。将布兜固定在金属固定架上，活动板上升到猪可站立的高度，以减 轻股体的压力。

8.猴的抓取与固定

(l)抓取 从笼内抓取猴时，饲养人员应以右手持短柄网罩，左臂紧靠门侧，以防笼门敞开时猴逃出笼外，由上而下罩捕。当猴被罩住后，应立即将网罩翻转扣住猴取出笼外，然后将网罩反扣在地上，由罩外抓住猴的颈部，轻掀网罩，再反转提取猴的双手臂，此时猴便无法逃脱。在室内或大笼内抓取时，则需要两人操作。用长柄网罩，最好一次罩住，因为猴受惊后，第 二次抓取更为困难。网罩可用麻线编成，先用0.8～1.2cm粗的圆铁杆弯成腰圆形后，长径约15cm，宽径约30cm，木柄长40cm。在室内捉取用的网罩，其木柄可以适当加长。笼养的猴，可利用猴笼的活动推板，将猴推压至一端，抓取、固定。慢性实验用猴可给其带上铁链条，需要抓取时，只需要将铁链条抽紧固定于笼壁，反背其双臂提出即可。

(2)固定 徒手固定时，将猴两前肢反扣在其背后，操作者用一只手握着，用另一只手将 棚后肢捉住，即可将猴固定。固定器固定时，一般是采用"猴限制椅"或称"猴固定架"进行 固定。

动物实验常用技术标准操作规程（三）
动物称量

摘要：在固定确实的条件下称量动物的体重是经常用来综合判断动物发育和健康状况的重要指标。

在固定确实的条件下称量动物的体重是经常用来综合判断动物发育和健康状况的重要指标。

1.大鼠、小鼠、沙鼠的体重称重

测定这些动物时，应使用一个较深的专用容器放在专用的动物电子秤上(小鼠和沙鼠使用称量50～100g，精确度为0.1g；大鼠使用称量500～1000g，精确度为1g)，还可以使用接电脑的体重称量计。

(l)将动物电子秤放平并调好零点。

(2)放一较深的专用容器于电子秤上，对电子秤作去皮重、回零调整。

(3)取已编号的动物逐一放入专用容器中，读取电子秤显示的动物体重并记录。

2.豚鼠的体重称量

一般使用称量100～100Og、精确度为1g的电子秤。.

(1)按标准操作规程开启、调试电子秤。

(2)秤上放置一装动物的专用容器，然后去皮重、回零调整。

(3)按标准操作规程抓取豚鼠放入秤上容器内，电子秤上立刻显示动物的体重。

(4)取出动物，用苦味酸在豚鼠身上编号。

(5)在原始记录表上记录每只动物编号及体重。

3.家兔的体重称量

(1)按标准操作规程开启、调试婴儿电子秤称重。

(2)称重前先检查电子秤，按上述方法调整零点。

(3)按相应标准操作规程抓取实验兔，轻放于电子秤盘上，必须使兔四肢均踏于盘上，待实验兔安静后读取并记录其体重数。

4.犬的体重称量

(1)将动物天平按相应的标准操作规程放置并调好零点。

(2)实验人员站在天平上，读取天平显示的体重并记录(精确到0.05kg)。

(3)该实验人员将犬抱着一同站在天平上，读取天平显示的体重总和并记录。

(4)将体重总和减去该实验人员体重即为犬的体重，并记录。

5.体重称量计的操作注意事项

体重称量计必须放在干燥、稳定的水平台上，用水平仪将体重称量计调平，打开秤锁，将指针对准0并用标准的lOg和3Og砝码校正其准确性；在连续测定实验动物体重时，中间要调0，测定完后关掉体重计，特别应将秤盘上的脏物进行清理，并使用70%的酒精消毒。

动物实验常用技术标准操作规程（四）
实验动物标记与编号

摘要：在实施动物实验分组时，为使动物个体间或实验组动物之间区别开来，需要对实验动物进行编号和标记。标记的方法很多，可根据不同的动物、不同的实验需要和不同的实验方法来、 择合适的标记方法；编号的方法也没有一定的统一规则，但应以各单位共通时不发生混乱为 则。无论哪种动物，都有终身能识别的永久标记个体识别法和短期标记个体识别法。不在动物身上作标记的替代方法之一，是把笼子号作为个体号。

在实施动物实验分组时，为使动物个体间或实验组动物之间区别开来，需要对实验动物进行编号和标记。标记的方法很多，可根据不同的动物、不同的实验需要和不同的实验方法来、 择合适的标记方法；编号的方法也没有一定的统一规则，但应以各单位共通时不发生混乱为 则。无论哪种动物，都有终身能识别的永久标记个体识别法和短期标记个体识别法。不在气 物身上作标记的替代方法之一，是把笼子号作为个体号。

哺乳动物的临时性标记可以使用染色法、涂漆法和贴胶布法。动物标记中常用的染色 记液有:3%～5%苦味酸溶液(黄色)；0.5%中性品红或碱性品红溶液(红色)；2%硝酸银溶液(咖啡色，涂抹后需要光照10min)；煤焦油酒精溶液(黑色)。 半永久性标签可使用挂耳标 法和戴项圈法；永久性标记可使用烙印法、针刺法、打耳孔法、剪指法、剪尾法、剪毛法和挂牌法。另外，两栖类和爬行类动物的标记可使用剪趾法、除鳞甲法、文身染色法、剪壳法；禽鸟 的标记可使用挂腿圈法、染色法、戴项圈法、穿鼻法等。

总之，不论采用何种标记方法，最好都应遵守"号码清楚、持久、简便、易认和实用"的基本原则，使用对实验动物无毒性、操作简单且能长期识别的方法。

1.小鼠、大鼠、沙鼠、豚鼠

(1)短期标记法  该法是逆着白色或淡色动物被毛生长的方向，用卷好纱布的玻璃替毛笔，涂抹适当的染色剂，染色剂一般用饱和苦味酸酒精溶液(能识别2～3个月)。其他的 色剂持续时间较短。但也可以使用碱性品红、甲基兰。头、背、尾及前后肢标记的位置加起 可以标记100只动物。

编码规定:左前肢上部为1#、左季肋部背侧为2#、左后肢上部为3#、头顶部为4#、腰背部为5#、尾基部为6#、右前肢上部为7#、右侧季肋部背侧为8#、右后肢上部为9#、左前肢下部为10，左侧季肋部腹侧为20#、左后肢下部为30#、腹侧颈部为40#、胸部为50#、下腹部为60#、右前肢下部为70#、右侧季肋部腹侧为80#、右后肢下部为90#。例:左前肢下部10，再加左前肢上1，共为11#，以此类推。

此外，有色动物短时间(1个月以内)的标记可剃去局部的毛，按上述位置标记。仔鼠可根据前肢四条爪、后肢五条爪的切断位置来标记。此外，沙鼠的短期标记可用染色剂涂布法和剃毛法。

(2)永久标记法 在动物左右耳的前方中穴或后方的任何位置打耳孔或用眼科剪剪三角:这种方法可标记100只左右的动物，标记时需要在乙醚轻度麻醉情况下进行。此外，最近开发的永久性标记法是向动物的颈背部皮下注入预先将号码编好的微型集成电路片，用特种读取数据的装置进行鉴别。

这种方法可用在以小鼠为主的多种实验动物，该方法都能识别出相应的编号，并且能通过遥测的方法对该动物实施24h的生理指标监测。

若有两色或三色的豚鼠可根据其模样、颜色和部位进行个体识别。

2.家兔

(1)按相应的标准操作规程抓取兔，将实验用兔放置于实验台上固定。

(2)采用中粗的黑色记号笔编号。

(3)以记号笔在兔耳正反面编写号码，实验期间若编号模糊，可及时涂加清晰。

此外，还可用短期标记法对笼子进行编号，或戴上市场上卖的打好了号码和记号的铝制耳环进行编号。

3.犬、猪、猴

(1)短期标记法 除笼子编号码外，白色被毛的犬、猪可同样使用上述小鼠的方法用染色剂标记。

(2)永久性标记法 通常采用手动刻印或电动加墨器，在耳内侧血管不走行的部位稍微 麻醉一下印上印度墨汁，其顺序为:①调整加墨器的数字；②将要打墨的耳朵内侧用酒精棉消 毒；③适当力度地挤压沾有墨汁的加墨器；④擦去多余的墨汁。

此外，还可用对犬颈部的皮带圈进行编号，或用毛笔蘸取饱和苦味酸酒精溶液在犬胸腹部自毛处涂色编号的方法对犬进行标记并记录。

动物实验常用技术标准操作规程（五）
动物分组

2015年02月13日 浏览量：98次 评论(0)来源：实验动物管理与实用技术手册 作者：徐国景 唐利军 易工城 孔利佳 责任编辑：admin

摘要：动物实验时，常常需要将选择好的实验动物，按研究需要分成若干组。分组前，应根据实 验需要设计每组实验动物样本数量。分组时，为了避免人为主观因素的影响，以减少实验误差的发生，常使用随机数字表进行完全随机化的分组。

动物实验时，常常需要将选择好的实验动物，按研究需要分成若干组。分组前，应根据实 验需要设计每组实验动物样本数量。分组时，为了避免人为主观因素的影响，以减少实验误差的发生，常使用随机数字表进行完全随机化的分组。

1.完全随机化分组

(1)挑选动物:按实验需要称取出经检疫合格的动物 。

(2)输入动物号:打开Excel软件，在"A1"单元格输入"1"，用"Ctrl"键和填充柄在"A列"拖拽出所需的动物号。

(3)产生随机数:在"B1"单元格单击"插入"菜单中选取"fx"，在对话框中选择"rand"后"确定"，粘贴上第1个随机号。用"填充柄"拖拽，使所有动物均编上不同的随机号，对已产生 的随机号用"复制"和"选择性粘贴""数值"加以固定。

(4)将随机数排序:在"数据"菜单中选取"排序"，以B列随机号"递增"排序，将动物号按附上的随机号的顺序由小到大重新排列。

(5)分组:然后按先后顺序，每10个号为1组，依次分为1、2、3、4...等组。必要时各组再以动物号分别排序并加上表头。

2.随机区组设计分组

(1)动物编号及称重:按常规方法对动物编号并记录体重，♀、♂动物分别分组。

(2)输入动物号和体重:按1.2法输入所需的动物号，在"B列"输入各动物对应的体重值。

(3)配伍组分组:将动物按体重顺序排序，依体重顺序每数个动物分为1个配伍组，所有动物被分为数个配伍组。

(4)将配伍组动物分入随机组中:以每个配伍组为单位，按1.3和1.4法粘贴上随机号井按顺序排序。再按随机数从小到大的顺序将每个配伍组的数个动物依次分入数个随机组中。

(5)计算体重均值及标准差:各组动物分配好后，直接在Excel表中利用其自带的函数计算均值和标准差。

例如:假设有14只SPF级小鼠，需要用随机分组法将其分为2个实验组。

则先将实验小鼠依次编为1，2，3，4……14号，然后使用随机数字表或者使用微型计算机找到14个随机数。编制表格并记录（见表4-5-1）

假设单数代表分到A组，双数代表分到B组。结果可见，列入A实验组的实验动物有3，5，6，8，11，12，13，14号8只小鼠，而B实验组有1，2，4，7，9，10号6只小鼠。这样两组实验动 物数目不一致。应将A实验组哪1只划入B实验组使两组实验小鼠数目相等呢?我们在上 述随机数字后再抄录一个随机数，可见是78。我们将78除以8后，其余数为6。这时，我们将 第6个A(即编号为12号小鼠)划入B实验组。于是将14只SPF小鼠分为两组，结果见表4-5-2。

又例如：假设有15只SPF级小鼠，需要用随机分组法将其分为3个实验组。

则先将实验小鼠一次编为1，2，3，4.....15号，然后使用随机数字或者使用微型计算机找到15个随机数。编制表格并记录（见表4-5-3）。

假设余数1代表实验动物分到A实验组，余数2、3代表实验动物分到B、C实验组。结果可见，列入A组实验组的实验动物有3，4，6，9，10，12号6只小鼠，而B实验组有2，7，8，11号4只小鼠，C实验组有1，5，13，14，15号5只小鼠。这样3组实验动物数目不一致。应将A实验 圳1只划人B实验组，使3组实验小鼠数目都是5只呢?我们在上述随机数字后再抄录l个随机数，可见是60。我们将60除以6后，其余数为0(相当于余数为6)。这时，我们将第山(即编号为四小鼠)划入B实验组。于是我们将第6个A（即编码为12号小鼠）划入B实验组。于是将15只SPF小鼠分为3组，结果可见表4-5-4。

动物实验常用技术标准操作规程（六）
动物被毛去除法

摘要：为了方便实验研究的进行和增强动物实验的准确性，有时需要对实验动物的被毛进行处理。比如:接种实验肿瘤细胞于实验动物皮内时，只有将动物被毛剃去才能提高移植成功率；又如经皮肤给药的动物实验中，去掉被毛后，不仅能避免给药部位局部感染，而且能使给药量更准确。

为了方便实验研究的进行和增强动物实验的准确性，有时需要对实验动物的被毛进行处理。比如:接种实验肿瘤细胞于实验动物皮内时，只有将动物被毛剃去才能提高移植成功率；又如经皮肤给药的动物实验中，去掉被毛后，不仅能避免给药部位局部感染，而且能使给药量更准确。

常见的实验动物除毛方法有剪毛、拔毛、剃毛、脱毛等4种。

1.剪毛法

急性动物实验中常使用此法。

操作时，用剪毛剪或弯头剪紧贴动物皮肤依次将被毛剪去，一般先粗剪后细剪，剪下的被毛应放于固定的容器内。注意不要用手提着皮毛剪，否则容易剪破皮肤。

家兔通常在背部两侧剪毛，范围约150cm2(约为体表面积的10%)。操作时，将家兔放置于试验台上，用左手按住家兔头颈处，右手持弯手术剪(也可用电动推剪操作)自家兔下背部，被毛方向从毛根部剪毛。

注意不要剪破皮肤。为避免毛到处乱飞，可将剪下的毛放入盛水的容器中暂存。

2.拔毛法

大小鼠皮下注射、家兔耳缘静脉注射或取血常用此法。

操作时，将实验动物固定后，用拇指、食指将所需要部位的被毛拔去，若涂上一层凡士林，可更清楚地显示局部血管。

3.剃毛法

大动物做慢性手术时常使用此法。

操作时，首先用温肥皂水将需要剃毛部位的被毛充分浸润，然后用弯头剪先剪一道，再用剃毛刀顺实验动物被毛生长方向剃毛(不可逆着动物被毛方向剃毛)，这样比较方便。

豚鼠通常在背部两侧剃毛，范围每侧约3×3(cm2)。 操作时，操作者左手将豚鼠固定在瓷盆中，右手用电动推剪从豚鼠下部向头端推动，逆被毛方向剃毛→及时收集剃下的被毛，如已盛干净自来水的烧杯或塑料盆中，以免毛发飞扬，污染环境。

4.脱毛法

一般大动物作无菌手术或观察动物局部血液循环以及其他各种病理学变化时常用此法。

常用的化学脱毛剂主要有:硫化钡(BaS)、硫化碱、硫化钠(NaS)、硫化钙(CaS)、硫化锶(SrS)、三硫化二砷(As2S3)等。

常用的脱毛剂配方为硫化纳3份、肥皂水1份气淀粉7份、加水混合，调成糊状软膏；硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂lg、水75g，共100g，调成稀糊状；硫化钠8g溶于100ml水内，配制成8%的硫化钠溶液；硫化钡5Og、氧化钵25g、淀粉25g，加水调成糊状；硫化钡35g、面粉或玉米粉3g、滑石粉3%、水100ml，调成糊状；生石灰6份、雄黄1份，加水调成黄色糊状；硫化碱1Og、生石灰15g，加水到100ml，溶解后即可使用。

操作时，先用剪刀剪短待脱毛部位的被毛→用棉球或纱布块蘸脱毛剂在脱毛部位涂成薄层→经2～3min后，用温水洗去该脱毛部位的毛→再使用纱布将水擦干，涂上一层油脂。

一般来说，家兔、大鼠、小鼠等小动物使用硫化钠脱毛效果很好，脱一块15cm×12cm的被毛，只需要5～7ml的脱毛剂，2～3min即可用温水洗去脱下的被毛。

操作家兔脱毛时，将家兔放置实验台上，助于1～2人分别将兔固定。取6Og备用脱制(相当于1只家兔用量，脱毛剂配制按相应的标准操作规程操作)，加入少许自来水调成糊状，用勺子或纱布将脱毛剂均匀涂抹于背部剪毛区。若室温较低，可用温热毛巾覆盖，2～5min后，若毛已脱掉，立刻用清水或温水洗去脱毛剂，用软纸或毛巾拭干。

大、小鼠可不剪毛，直接涂上脱毛剂，6～7min后，用温水洗去脱下的被毛。脱毛部位的皮肤很少发生充血、炎症现象。

犬等大动物常使用硫化碱配方，其脱毛效果很好。操作时，将犬固定在固定架上，操作者戴上橡胶耐酸手套，用纱布蘸脱毛剂涂抹在需要脱毛的部位，使犬毛湿透，等2～3min后，被毛呈现黏糊状时迅速地用自来水洗干净。此时可见被毛脱得十分干净，皮肤表面不充血。

注意在脱毛前一定不要用水冲洗，以免水洗后，脱毛剂会渗透到毛囊剌激皮肤，造成炎症。

动物实验常用技术标准操作规程（七）
动物给药（1）

摘要：动物的给药方法主要分为投入法和注射法两种，根据给药途径又分为很多具体的类型投入法可分为经鼻腔投入、经胃腔内投入、经肠管内投入、经气管内投入和经口腔投入等；四法分为皮下注射、肌肉注射、腹腔注射、脑膜内注射、脑内注射、·胸腔内注射、静脉注射、关节内注射和心内注射等。

在动物实验过程中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常常需要将药物给予于实验动物体内。给药的途径和方法是多种多样的，应根据不同的实验目的、动物种类 药物剂型来决定动物的给药途径与方法。

动物的给药方法主要分为投入法和注射法两种，根据给药途径又分为很多具体的类型投入法可分为经鼻腔投入、经胃腔内投入、经肠管内投入、经气管内投入和经口腔投入等；四法分为皮下注射、肌肉注射、腹腔注射、脑膜内注射、脑内注射、·胸腔内注射、静脉注射、关节内注射和心内注射等。

根据实验需要，我们可以采用不同的实验动物给药途径，但要使实验药物准确进入实验动物，我们要注意不同途径的给药容量(见表4-5-5、表4-5-6）。

以下将各种动物的主要给药途径和方法一一介绍。

(一)经口腔投入给药

1.液体药物的投入

(1)小鼠、大鼠、沙鼠 通常使用不锈钢、头端球形的灌胃针操作。

l)根据实验要求配制受试药液，按相应操作规程将动物称重，计算出给药容积。

2)大鼠采用2～5ml注射器、小鼠用1ml注射器，分别装上大鼠、小鼠灌胃针头，抽取受试药，置实验台上待用。

3)用右手抓住鼠尾将鼠提起，放在鼠笼上或粗糙面上。将鼠尾轻轻向后拉，待鼠向前爬行时，用左手拇指和食指抓住鼠的两耳和头部皮肤，其他三指抓住背部皮肤，将鼠抓持在手掌内。

4)使鼠腹部朝上，颈部拉直，头部向后略倾斜，测量灌胃针头到胃内的位置(成年小鼠从口腔应开始的深度大约3cm，大鼠、沙鼠从口腔开始的深度大约5cm)。

5)右手取已抽好受试药的注射器，把灌胃针的前端放进动物口腔，顺着上腭部插入咽部；醒目针头的前端通过咽喉部后有抵触感，轻轻转动灌胃针头的前端，沿着动物的纵轴平行插入；进入食道后没有抵抗感，然后把灌胃针头插入到动物胃部所需要到达的位置。

6)右手拇指推动注射器，将药液徐徐推入胃内，注射完毕后轻轻取出灌胃针头。

其技术要点是:动物要固定好；头部颈部保持平展；进针方向正确；一定要沿着口角进针，并沿咽后壁顺着食管方向插入胃内；决不可进针后，在动物剧烈挣扎时强行灌胃。

(2)豚鼠所使用的灌胃针及操作技术要点向上。

1)根据实验要求配好受试药的浓度，将动物称重，计算出给药体积。

2)用2～5ml注射器抽取受试药，装上大鼠灌胃针头。

3)抓稳豚鼠躯体，左手拇指和食指抓住豚鼠头部两侧，其他三指抓住身体的下半部，使豚鼠固定在手中。

4)使腹部朝上，颈部拉直，头部向上有一个倾斜度，测量灌胃针头到胃内的位置(豚鼠的口腔开始的深度大约5cm)。

5)右手持已抽好受试药的注射器，针头沿鼠左侧嘴角通过食道进入胃内。

6)右手拇指推动注射器，将药液推入胃内。

(3)家兔通常使用软的8#橡皮导尿管插管灌胃。

插管最常见的并发症是食管损伤和把受试物误投入气管，故最好能在动物做吞咽动作将胃管经咽部送入食道。用压舌板或木制开口器可防止动物在导人胃管时咀嚼，有时也采鼻饲。操作时，事先将待插的导尿管泡在水或生理盐水中，这样容易插入且不容易损伤食道。

1)根据实验要求配好药液，按相应的标准操作规程抓取家兔并称重，计算出给药体积；另准备150ml烧杯一个，内装清水约l00ml备用。

2)操作者取坐式将家兔的腹部以下躯体夹于两大腿之间，左手握住家兔双耳，右手抓双前肢。

3)另一人的拇指和中指在家兔的两颊部从下顿处紧紧挤压，从两口角按向口腔内；用手将木制开口器从一侧口角插入口腔，使家兔咬住开口器，家兔舌在开口器下方稍出来一些，使开口器接近口角，由外向内翻转开口器使之压住舌面，将开口器的布条绕过头颅并捆在耳根部，固定开口器。

4)操作者取导尿管一根，将其管前端以清水浸湿，经开口器中部小孔将其缓缓向食道插入，自家兔口腔开始深度大约为15～20cm左右(随家兔大小可适当调整)。

5)将导尿管的外端浸入烧杯的水中，等候片刻，若有气泡自管中冒出，则表明在气管应拔出再插；若无气泡自管中冒出，表明插入胃中，可进行给药操作。

6)取准备好药物的注射器，将注射器接在导尿管上将药液缓缓推入，此时家兔应较安可能还可见吞咽动作。

7)药物推注完毕，再用注射器吸取少量(3～5ml)空气或生理盐水推人，使导尿管中有药液残留。

8)随后捏闭导尿管外口，较快抽出导尿管后取出开口器，将家兔归笼并观察。

(4)犬通常使用软的12#十二指肠管或橡皮导尿管，亦可用内径0.3cm的软胶灌胃。

操作时，准备150ml烧杯一杯，内装清水约l00ml，事先将待插的导尿管泡在水或生水中，这样容易插入且不容易损伤食道。

1)按相应的标准操作规程抓取犬，或将其固定于采血台上，或助手取坐位，将犬背朝自己，一只手固定头颈，另一只手固定双前肢，并以双大腿夹住犬的下腹部以下部位(遇凶狠的犬应先用纱布将犬嘴绑住)。

4)用右手拇指和食指将灌胃管插入此空隙，并顺食管方向不断送入。

5)如送入很顺利，当胃管插入深度大约20cm时，不要再向里插，因已进入食管下段胃内，先将胃管外端口插入盛水的烧杯中，若无气泡自管中冒出，则认为导尿管己插入胃内，即可将 粮经胃管缓慢灌入。

6)药液注完后，抽出注射器，吸进约3~5ml空气或生理盐水，再将其注入胃管内，注毕迅速抽出胃管。

7)如遇胃管送入不顺或犬剧烈挣扎时，不要再向里插，可拉出重插。

也可以使用开口器(木制长方形，长10～15cm，厚2～3cm)固定，操作时将其放入动物的上下门齿之间，用绳将其固定于犬嘴。将带有弹性的橡皮导管，经开口器的小圆孔插入，沿咽 蹭插入食道，其他操作同上。

(5)猴通常使用软的橡皮管或导尿管。

操作时，准备150ml烧杯一个，内装清水约l00ml，事先将待插的橡皮管泡在水或生理盐水中，这样容易插入且不容易损伤食道。

按猴的抓取与SOP规定控制住猴，先将猴嘴掰开，把外径5～7mm的橡皮管插入食道，自动物口腔开始深度大约为15cm。

经鼻腔给药时，托起猴子下颁使其嘴紧闭，从鼻孔处将外径1.5mm的塑料管(涂上石蜡油)慢慢插入食道内，特别注意不要插入气管。

2.固体药物的投入

使用固定药物投入途径通常适用于体型较大的动物，大小鼠类通常不采用。

(1)豚鼠把豚鼠放在实验台上，用左手从背部向头部握紧并固定动物，以拇指和食指压迫左右口角使其口张开。实验者把药物放在舌根处，使豚鼠迅速闭口而自动吞下。

(2)犬片剂、丸剂、胶囊给药时常徒手经口给药。

给药时，掰开动物的上下领部，用慑子将固体药物送入犬的舌根部，合起上下领，犬可以咽下药物。投药前以水湿润口腔内部，使之容易咽下。

(3)猴一般在非麻醉情况下给予片剂或胶囊，给药方法类似于犬。此时，需要特别注意，防止猴伤人。

操作时，事先由助手将猴子固定好，实验者把左手掌贴在猴的头顶部到脑后部的部位，用持指及食指压迫猴的左右面颊，使其上下腾的咬合处松开，然后用右手拿长镶把固体药物送入猴的舌根部。迅速抽出镊子，把猴的上下腾向上一推，使其闭上嘴，让猴自己咽下即可。

实验动物经静脉给药（2）

摘要：静脉给药的方法较多，不同种类的动物及动物的不同部位，其静脉给药各有其特点。

经静脉给药

静脉给药的方法较多，不同种类的动物及动物的不同部位，其静脉给药各有其特点。

1.大鼠、小鼠尾静脉注射

小鼠的尾静脉血管在背、腹侧及左右两侧均有分布，每侧均由数对伴行的动、静脉组成的血管丛，在这些血管中有四根十分明显:在尾巴背、腹侧面上下各有一根动脉，尾两侧各有一根静脉，容易固定。

(1)按相应的标准操作规程将大(小)鼠抓起放进专用鼠筒内，固定鼠身，使鼠尾外露。

(2)用75%酒精棉球擦拭鼠尾，或在45～50℃热水中浸泡半分钟，使其表皮角质软化，血管扩张，尾静脉显得更清楚，然后将尾部向左或向右拧90°角，使一侧尾静脉向上，以左手食指 和中指捏住鼠尾上下，使静脉充盈，用无名指从下面托起尾巴，以大拇指和小指夹住尾巴的末梢。

(3)右手持带有4～5#针头的1ml注射器或一次性1ml注射器抽取药液。

(4)用左手拉住尾尖，选择一条扩张明显的尾静脉，在尾下1/3处(约距离尾尖2～3mm)以45度角进针，将针头刺入血管后放平针头并固定，按实验要求推入药液，先缓慢注射少量液体液，如无阻力，表示针头已经进入静脉，可继续注射，如推注时有阻力，且局部变白，表明针头未刺入血管，应退出再重新操作。一般推进速度为0.05～0.10ml/s，一次注射量为0.05～0.25ml/10mg体重。注射时注意药液排气完全，不能有气泡进入，否则会引起动物死亡。

(5)注射完毕，以左手拇、食指取消毒干棉球轻轻地按住注射部位拔出针头，把尾巴向注射器侧弯曲以止血，右手放下注射器。

(6)如需要反复注射，应尽可能从尾巴末端开始，向尾巴根部方向移动注射。

大鼠尾部皮肤常呈鳞片状角质化，因而将大鼠固定露出尾巴后，需要先将酒精棉球强擦使血管扩张，并可使表面角质软化。然后将尾部向左或向右拧90度角，此时尾巴表面的静脉处于怒张状态。后面步骤同小鼠。一般推进速度为0.05～0.10ml/s，一次注射量为0.5～1.0ml/100g体重。

2.大鼠的阴茎静脉注射

这是大鼠静脉输液给药的一种常用方法。

将雄性大鼠麻醉后仰卧或侧卧，翻开包皮，拉出阴茎，背侧阴茎静脉非常粗大、明显，沿皮下直接刺入即可。

3.大鼠的舌下静脉注射

操作时，先麻醉好动物，再拉出舌头，找到大鼠的舌下静脉，直接注入药液即可。

4.豚鼠的静脉注射

豚鼠的静脉给药包括耳缘静脉和后肢距静脉注射两种。

(1)将豚鼠装入特制的盒内或由一人抓住按在桌上固定，露出耳部，然后由助手用拇指和食指夹住其耳翼并压住豚鼠的头部，右手按住豚鼠腰部。

(2)操作者拔去注射部位的毛，用75%酒精棉球擦拭耳部边缘静脉，用于拍打或用手指轻弹或揉搓耳部，使耳部静脉扩张、充血，然后用左手食指和中指夹住静脉近心端，拇指和食指夹住耳边缘部分，以左手无名指、小指放在耳下作垫，待静脉充分暴露。

(3)用右手持0.5～1ml注射器抽取药液，装上4#针头，注射时尽量从静脉未端顺血管平行方向刺入1cm。

(4)刺入静脉后，将注射器回抽，见有回血后，放松对耳根处血管的压迫，固定针头缓慢推入药液，如针头在血管内，则药液进入无阻，否则隆起发白出现皮丘，须拔出重新再刺，每只1次注射量不超过2ml。

(5)注射完毕，抽出针头，用一干棉球压住注射部位，使血液和药液不致流出。

豚鼠的后肢跖静脉给药时，操作者从后膝关节抓住动物肢体，压迫静脉，将腿呈伸展状态。剪去注射部位的毛，酒精棉球擦拭消毒后，可见粗大的后肢静脉，用6#或7#针头以向心的 向刺入血管注射。

5.家兔的耳缘静脉注射

(1)由助于按相应的标准操作规程将实验兔放入兔盒内固定好，操作者拔掉耳壳外缘的被毛。

(2)用75%酒精棉球涂擦耳缘静脉，用左手食指和中指夹住静脉近心端，拇指绷紧耳边缘静脉远端，无名指及小指垫在下面，再用右手轻弹或揉搓兔耳，使静脉充盈充分暴露。

(3)用右手持2～20ml一次性注射器(视注射体积定)，6#针头，抽取药液，排净空气后备用。

(4)尽量从血管远心端将针头刺入皮下，并推进少许，而后刺入血管，如见针头在血管内，推动注射器时元阻力、元皮肤隆起发白，EP以左手将针头和兔耳固定，按要求缓慢推入药液；如果注射有阻力，局部发生肿胀，表明针头不在血管内，立即拔出重新刺入。

(5)注射完毕，抽出针头，用消毒干棉球按压注射部位针眼并持续数分钟，使血液和药液不致流出，待止血后将动物归笼或作其他观察。

6.犬的静脉注射

犬的静脉给药常包括前肢前臂内侧皮下静脉、后肢小隐静脉及耳缘静脉注射给药三种途径。

(1)按相应的标准操作规程抓取犬，由助于将犬固定在专用固定架上处于侧卧(前后肢静脉注射)或站立(耳缘静脉注射)状态。

(2)用电动推剪剃净给药部位的毛，显露出血管，分别用医用腆町棉球和75%酒精棉球消毒皮肤，然后用消毒干棉球擦干。

(3)在静脉的近心端用止血带扎紧，使血管充盈。

(4)静脉滴注:用一次性输液器从静脉的远心端刺入，先刺进血管旁的皮下，尔后与血管平行方向刺入静脉内，抽动注射器，如见有回血则松开止血带，放松对静脉的近心端的压迫，并将针头顺血管再刺进少许，固定贴或橡皮膏固定好注射器针头，打开输液器开关，然后根据实 验要求调节输液速度。待药液输完，拔掉针头，用干棉球压迫针眼处止血，观察5min若无异常 将犬放回笼中。

(5)静脉注射:用已吸好药液的10～50ml一次性注射器从静脉的远心端刺入，见有回血时松开止血带，注射者按试验要求一手固定针头、一手将药液缓慢推入。

(6)若注射失败或需重复注射，可按上述操作在前次针眼略近心端刺入。

此注射法的关键是要很好地固定静脉，因为犬的皮肤非常薄，此处静脉只隔一层皮肤，不仅浅表，而且容易滑动，注射时二定要绷紧皮肤使血管相对固定，针头刺入不可深，方向一定与 血管平行。犬前肢内侧皮下静脉比后肢小隐静脉还粗一些，而且比较容易固定，因此，一般作 协注射或采血时常使用此静脉；前肢内侧正中静脉位于前肢内侧面皮下正中位置，向上延伸至肱静脉，此血管位置较深，注射时有时需要切开皮肤。

7.猴的静脉注射

猴的静脉注射常选用前肢挠静脉或后肢隐静脉给药，方法与犬相同。

实验动物经皮下注射给药（3）

摘要：使用注射器和吸取药物时的注意事项:拉动注射器时，针管与基部连接处不应有松动现象；针的刃口不尖锐的不宜使用，用手指接触不应有毛刺；使用过的注射针，若针头严重弯曲，也不宜再使用；当推动注射器时，注射器内的药物应以不出现漏液现象为原则。

动物皮下注射给药比较简单，最适合的部位是背部或颈部。

使用注射器和吸取药物时的注意事项:拉动注射器时，针管与基部连接处不应有松动现象；针的刃口不尖锐的不宜使用，用手指接触不应有毛刺；使用过的注射针，若针头严重弯曲，也不宜再使用；当推动注射器时，注射器内的药物应以不出现漏液现象为原则。

1.大鼠、小鼠的背部皮下注射

(1)大鼠用2ml注射器连上6#或7#针头，小鼠用1ml注射器连上5#针头，抽取巳配好的药液待用，也可应用相应规格的一次性注射器操作。

(2)操作时，右手提起鼠尾放在笼上，先用酒精棉球消毒需要注射部位的皮肤，再将皮肤提起，使注射针头与皮肤成一定的角度，便于刺人动物皮下。

(3)右手持己抽取药液的注射器，先沿动物体体轴从头部方向将针头刺入背部皮下，再沿体轴方向将注射针推进5～l0m即左右，把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表明己刺入皮下固定好针头因抽元血液、无回流物就可缓慢推入药液。

(4)注射完毕，缓慢拔出针头，稍微用手指或干棉球压住针刺部位，防止药液外漏。

2.大、小鼠大腿部皮下注射

通常采用左侧下腹部或后腿皮肤处注射给药。助手按相应标准操作规程抓取大小鼠并将其固定放在笼上，操作者左手拇指和食指捏起大腿部皮肤，以酒精棉球消毒注射部，其他操作同上，但1次注射量不超过1ml/kg体重。

3.豚鼠的皮下注射

豚鼠皮下注射一般采用大腿内侧面、背部、肩部等皮下脂肪少的部位，通常在豚鼠大腿内侧面注射。

操作时，由助手将豚鼠固定在手术台上，操作者左手固定注射侧的皮肤，并充分提起册。 右手持注射器(6#针头)以45度将注射针刺入动物皮下。注射完毕，拔出针头，用手指压住并提 搓注射器刺入部位少许时间。

4.家兔的皮下注射

一般选用背部皮肤和腿部皮肤。

(1)按相应的标准操作规程抓取实验兔称重，根据实验要求算出实验兔给药剂量和给药体积，用连有6～7#针头的一次性注射器抽取药液待用。

(2)将实验兔放入兔盒或试验台上，由助手以右手按住实验兔头颈部，左手按住下半躯体，使动物平俯在试验台或兔盒中。

(3)操作者用左手拇指及中指将兔的背部注射部位的皮肤提起使成一皱折，并用食指按压皱折中间，使皮肤成三角形，增大皮下空隙，常规腆町、酒精消毒。

(4)右手持己抽好药的注射器，将针尖自皱折下刺入，针头部位感觉较宽松时，证明俐在皮下，松开皱折，将药液缓慢注入，一次注射量1.0～3.0ml/只。

(5)注射完毕，抽出针头，以消毒干棉球按压针眼数秒后，将动物归笼或作其他观察。

5.犬的皮下注射

一般选用颈部及背部皮肤，将注射器直接刺入颈部或大腿部皮肤与肌肉之间。此外，也可注射四肢和腹部的皮下。但要注意这些部位是犬的躺卧部位，容易污染。

6.猴的皮下注射

猴的颈后、腰背部皮肤松疏，可大量注射。猴的上眼睑、大腿内侧上1/3处及臂内侧皮院内也可进行皮下注射。注射方法同家兔。1次给药量为1.0ml/只～3.0ml/只。

7.猪的皮下注射

通常选用耳根皮下，并穿过皮肤注射于皮下的结缔组织中。

实验动物经腹腔注射给药（4）

摘要：注射部位一般选择在实验动物腹部左下1/4处，因为该区域没有重要的生命器官。注射时，为了防止药物进入肠道，仅针头的尖端穿透腹壁即可。

注射部位一般选择在实验动物腹部左下1/4处，因为该区域没有重要的生命器官。注射时，为了防止药物进入肠道，仅针头的尖端穿透腹壁即可。

注意事项:针头刺入部位不宜太接近上腹部或太深，以免刺破内脏；针头与腹腔的角度宜不太小，否则容易刺入皮下；所用针头不宜太粗，以防止药液从注射针孔流出；注射后应用无菌棉按一下注射针孔，也可以用不带钩的小银子轻捏注射针孔。为避免注射后药液从针孔流出，也可以在注射时先把针头在皮下向前推2/3距离，然后以一定角度刺入腹腔。

1.大鼠、小鼠的腹腔注射

(l)根据实验要求配好药液，按所称体重计算给药体积，大、小鼠的一次注射量分别为0.1～0.2ml/l0g体重和1.0～2.0ml/100g体重。

(2)左手用沾湿的拇指和食指紧紧抓住小鼠颈部背侧的皮肤，手掌呈杯状紧握鼠背使腹部皮肤伸展，同时压住尾根，固定好动物；大鼠则用左手的大拇指、食指和中指从它的前肢和头部后肢抓住大鼠，既要紧又要轻柔，同时用身体抵住大鼠的两后肢使之固定，使腹部向上并伸展。

(3)右手将大鼠用5ml注射器装上6～7#号针头抽取药液，小鼠用1ml注射器装上5～6#号针头抽取药液，放置在实验台待用。也可应用相应规格的一次性注射器操作。

(4)常规75%酒精棉球消毒注射部位。

(5)右手拿取桌上己抽好药液的注射器，在距下腹部腹中线稍左(右)下(约1cm)的位置 附头刺入皮下后，继续进针3～5mm，再以45°角刺入腹腔，针尖通过腹肌后抵抗力消失，固定针尖。

(6)回抽注射器，观察有无回血或尿液，如无则可缓慢推注药液；如有则拨出针头重新操作。

(7)注射完毕，以消毒干棉球轻压针眼处，抽出针头，防止药液外渗。将鼠归笼或作其他观察。

为避免刺破内脏，可将动物头部向下，尾部提高，使脏器移动到横脑处再操作。

2.豚鼠的腹腔注射

(l)根据实验要求配好药液，按所称体重计算给药体积，一次给药量不超过4ml。

(2)采用1～2ml一次性注射器或用1～2ml注射器装上7#针头，抽取受试药物。

(3)左手以稳准的手法迅速扣住豚鼠背部，抓住其肩脚上方，将手张开握住躯干。

(4)将豚鼠腹部朝上，使其固定在手掌中，常规消毒皮肤。

(5)右手持己装有受试药的注射器，将针头从左(右)下腹部(外1/3处，避开肝脏和膀胱)以端方向刺入腹腔。

(6)抽注射器，如无回血或尿液，表明针头未刺入肝，膀脱和脏器，则可固定注射器，进行注射；如有则抽出针头重新再束。

(7)注射完毕，抽出针头，干棉球按压针眼后将豚鼠放回笼中或作其他观察。

3.家兔的腹腔注射

家兔在进行腹腔注射给药时，让助于固定好家兔，使其腹部向上，头低腹高，两人配合完成以下操作:

(1)根据实验要求配好药液，按相应的标准操作规程抓取家兔，并按所称体重计算给药体积，以配备6～7#针头的5ml一次性注射器(注射器容量随注射体积定)吸取药液备用。

(2)助手将实验兔固定，使其腹部暴露，操作者用酒精棉球消毒注射部位，持己抽好受试脏射器，在兔下腹部距白线两侧约1cm处(避开肝脏和膀胱)，以约45°角刺人腹肌，针尖穿过眼肌进入腹腔后，操作者手可感到针头前抵抗力消失，深度约0.5～1.0cm左右，在此处保持针尖不动。

(3)将注射器回抽，观察是否有回血或内容物出现，若有则提示针头可能误入血管、膀胱或肠腔，应立即将针头抽出重新操作；若无上述现象发生，则可缓慢推注药液。

(4)注射完毕将针头拍出，以消毒干棉球按压针眼数秒，将家兔放回笼中或作其他观察。

4.犬的腹腔注射

(1)操作者按相应的标准操作规程，将动物从笼中取出，称重。

(2)持10～30ml注射器，配置6#针头，按动物体重抽取已配制好的药液。

(3)让助手抓住动物，使其腹部向上。75%酒精棉球常规消毒注射部位后，在犬下腹部线左侧或右侧旁1～2cm处将注射针头刺入皮肤、腹肌，进入腹腔时有松空的感觉，回抽针栓观察是否插入脏器或血管，若无血、液体等说明已插入腹腔，固定针头缓慢推注药液，注射如抽出注射器，以消毒干棉球压住针眼数秒后将动物放回原饲养笼中。

实验动物经肌肉注射给药（5）

摘要：与皮下和腹腔注射相比，实验动物的肌肉注射给药应用较少，只有当注射不溶于水而献于油或其他溶剂的药物时，才用此法。

与皮下和腹腔注射相比，实验动物的肌肉注射给药应用较少，只有当注射不溶于水而献于油或其他溶剂的药物时，才用此法。

如果注射的药物量大而有刺激性，由于坐骨神经在股骨的后面，故用股四头肌比股后部肉更好；如果将药物注射至股后部肌肉的筋膜面，则可能影响神经的功能，造成后肢瘫痪。

1.大、小鼠肌肉注射

因大、小鼠肌肉较少，一般不作肌肉注射。如实验设计必须进行肌肉注射时，其注脚不超过0.1ml。

(1)大鼠用1ml注射器装上5～6#针头，小鼠用0.25ml注射器装上5～6#针头，抽取药液，放置在试验台上待用，也可应用相应规格的一次性注射器操作。

(2)以左手拇指和食指抓住大、小鼠头部皮肤，小指、无名指和手掌部夹住鼠尾及一侧后肢(也可由助手抓住大、小鼠两耳和头部皮肤并提起，操作者用左手抓住大、小鼠一侧后肢操作)，常规以酒精棉球消毒。

(3)右手持已抽有药液的注射器、将针头与肌肉成60°角一次刺入大腿外侧肌肉。

(4)为防止药液进入血管，回抽一下注射器，如无回血，则可将药液缓慢注入。

(5)注射完毕，抽出针头，以干棉球压住注射部位，以免药液外渗。然后将动物小心笼中或作其他实验观察。

2.实验兔肌肉注射

(1)用消毒的0.5～2时注射器装上6～7#针头(或一次性注射器)，抽取药液，放置在台上待用。

(2)由助手按相应标准操作规程抓取家兔，用右手按住上半身躯体，左手按住下半体，将实验兔固定在试验台上，操作者将实验兔臀部被毛剪去。

(3)以腆酊、75%的酒精棉球消毒注射部位。

(4)操作者左手按住臀部，右手持已抽有药液的注射器、将针头与肌肉成60°角一次性刺入肌肉中。

(5)为防止药液进入血管，回抽一下注射器针栓，如无回血，则可将药液注入，注射完毕，抽出注射器，以消毒干棉球按压针眼后，将动物归笼中或作其他观察。

3.犬肌肉注射

(1)犬的肌肉注射一般选用臀部或大腿部的肌肉。

(2)按相应的标准操作规程将犬固定。

(3)剪去臀部(或大腿部)注射部位的被毛，用腆酊75%的酒精棉球消毒。

(4）操作者右手持带有6～7#注射针头的注射器，使注射针与肌肉成60°一次刺入肌肉中。

(5)在注射药液之前，先要回抽针栓，如无回血则可注入药液。

(6)注射完毕后以消毒干棉球按在针眼部位，并用手轻轻按摩，以帮助药物吸收。

4.豚鼠的肌肉注射

豚鼠的肌肉注射一般选择后肢大腿外侧肌肉。

注射时，先让助手将豚鼠放在实验台上，左手掌将豚鼠从颈部把头部蒙住，右手固定后肢。 其他操作步骤同大、小鼠，但豚鼠的单侧肌肉用药量不能超过0.5ml/只。

5.猴的肌肉注射

一般选用前肢肱二头肌和臀部肌肉进行注射。

注射时，要固定好动物勿使其活动，右手持注射器并与肌肉呈6O°一次刺入肌肉中，以防药物进入血管。

其他步骤同犬。

动物给药（6）

摘要：皮内注射法主要用于观察实验动物血管的通透性变化或观察皮内反应，多用于接种、致敏实验等，这是皮肤通透性试验的观察指标之一。如将一定量的放射性核素溶液、颜料或致炎物、药液注射于皮内，以观察其消失速度和局部血液循环的变化。

动物实验经皮内注射给药

皮内注射法主要用于观察实验动物血管的通透性变化或观察皮内反应，多用于接种、致敏实验等，这是皮肤通透性试验的观察指标之一。如将一定量的放射性核素溶液、颜料或致炎物、药液注射于皮内，以观察其消失速度和局部血液循环的变化。

1.小鼠的皮内注射

通常选择背部脊柱两侧的皮肤。

操作时，先将注射部位及周围的被毛剪去，75%的酒精棉球消毒局部。然后用左手将皮肤捏成皱褶，右手持5#针头的结核菌素注射器，使针头与皮肤呈30°刺入皮下，然后将针头向上并稍刺人皮肤真皮层为止即可注射。

注射后，可见皮肤表面马上鼓起一小丘(白色、橘皮样)，同时注射部位因皮肤缺血而呈苍白色，皮肤上的毛孔极为明显，注射5min后再拔出针头，否则药液会从针孔漏出，若小泡不是很快消失，则说明药物确实注射在皮内。

小鼠皮内一次注射量通常不超过0.05ml。

2.大鼠的皮内注射

通常选择背部脊柱两侧的皮肤。操作步骤同小鼠。

大鼠皮内的一次注射量不超过通常0.1m。

3.豚鼠的皮肉注射

通常选择背部脊柱两侧的皮肤。

注射前先剪毛，然后用硫化锁或除毛霜除毛，间隔1d以后进行注射。 通常豚鼠皮内一次的注射量不超过0.1ml，其他操作步骤间小鼠。

4.家兔的皮内注射

通常选择背部脊柱两侧的皮肤。其他操作步骤同小鼠。 注意进针要浅，避免进入皮下。 注射前一天先用剪刀将注射部位的被毛剪去，再用除毛剂除毛。

家兔皮内一次的注射量通常不超过0.1ml。

动物给药（7）

动物实验经皮肤涂抹给药

1.小鼠的经皮肤涂布

通常采用浸尾方式，经尾皮吸收给药，用以定性地判定药物或毒物经皮肤的吸收作用。

给药前将小鼠放入特制的固定盒内，露出尾巴，然后将小鼠尾巴穿过小试管软木塞小孔，插入装有药液或受检液体的试管肉，浸泡2～6h，并观察其药物反应。

如是毒物，实验时要特别注意防止中毒。因此，要将试管的软木塞塞紧，尾巴通过的小孔 要绝对严密，还可在通风橱的壁上钻一个相当于尾根部大小的小孔，将受检液体置于通附内，动物尾巴通过该小孔进行浸尾实验，整个尾巴长度的3/4浸入药液中，而身体部分仍留在通风橱外。

实验过程中小鼠尾部应用胶布或其他方法予以固定。

2.大鼠的经皮肤涂布

通常采用浸尾方式经尾皮给药。操作方法同小鼠。

3.豚鼠的经皮肤涂布

通常选择脊柱两侧的背部皮肤。

选定部位后，用脱毛剂脱去动物被毛，然后洗净动物背部皮肤表面脱毛剂(脱毛过程中应特别注意不要损伤皮肤)，放回笼内，待24h后才可使用。

次日，仔细检查处理过的皮肤是否有刀伤或过度腐蚀的伤口、有无炎症、过敏现象。如有应暂缓使用，待动物完全恢复，动物皮肤合乎实验要求后，将动物固定好，在脱毛区覆盖一面积相仿的钟形玻璃罩，罩底用凡士林、胶布固定封严。用移液管沿罩柄加入一定剂量的药物，塞紧罩柄上口。待受检液与皮肤充分接触并完全吸收后解开，然后将皮肤表面仔细洗净。

观察时间视实验需要而定。如果是一般的药物(如软膏、化妆品)可直接涂在皮肤上，药物与皮肤接触的时间根据药物性质和实验要求而定。

4.家兔的经皮肤涂布

通常选择脊柱两侧的背部皮肤，居于躯干的中部，面积视实验动物的大小而定，两侧时面积通常都为2～2.5 cm²。

操作方法与豚鼠的操作基本一致。